WesternBlot想说爱你也容易

Western其实是大多数人的痛，你的WB做的好算是你老板捡到宝，WB做不好，毕业毕不了。今天小编给大家带来的都是干货，其实我想说WB,想说爱你也容易！

一、原理

与Southern或Northern方法类似，但WesternBlot采用的是聚丙烯酰胺凝胶电泳，被检测物是蛋白质，“探针”是抗体，“显色”用标记的二抗。经过PAGE分离的蛋白质样品，转移到固相载体（例如硝酸纤维素薄膜）上，固相载体以非共价键形式吸附蛋白质，且能保持电泳分离的多肽类型及其生物学活性不变。以固相载体上的蛋白质或多肽作为抗原，与对应的抗体起免疫反应，再与酶或同位素标记的第二抗体起反应，经过底物显色或放射自显影以检测电泳分离的特异性目的基因表达的蛋白成分。该技术也广泛应用于检测蛋白水平的表达。

二、实验材料及步骤请参见分子克隆

三、下面是小编给大家带来的干货：实验常见的问题指南

5.Marker的相关疑问

MM.我用的是可视marker（BIO_RAD），但是电泳总跑不全8条带，请问什么原因？怎样改善？胶用过8％，10％，12％，都是这样。marker是新买的。

解答：一般来说，是小分子量Marker跑走了，增加胶浓度或减少电泳时间试试看。当然梯度胶也是不错的选择。

NN.用的是RochemolecularBiochemicals公司的由kd，75kd，45kd，30kd，20kd，10kd组成的marker。开始做WesternBlot时还能够看到marker，当然也仅能看见其中最多三条带。用80V进行SDS-PAGE电泳，用恒压10V45min转印的。前几次做WesternBlot时没有进行丽春红染色，但尽管用了此方法也仅能看到marker有一条大约是30KD的条带出现。再就是把70KD和KD两个目的蛋白同时在一块胶上进行分析，用培养基样品进行分析，没有用间接法，而是直接用融合蛋白C端的V5表位的酶联抗体（Anti-V5-HRP）。但就是出不来结果，我很茫然。谢谢您过给予指点！

解答：1、“我用的是RochemolecularBiochemicals公司的由kd，75kd，45kd，30kd，20kd，10kd组成的marker。开始做WesternBlot时还能够看到marker，当然也仅能看见其中最多三条带。”有的时候，PrestainedMarker放久了效果就会变差，电泳是条带不清晰，扩散。但是你的问题可能还有其他的方面的问题，可能是蛋白跟膜结合的不紧密。转移是多加点甲醇。

2、“前几次做WesternBlot时没有进行丽春红染色，但尽管用了此方法也仅能看到marker有一条大约是30KD的条带出现。”转移时半干法建议用恒流，你这样的也就30kd-50kd的转移地比较好。

3、“再就是把70KD和KD两个目的蛋白同时在一块胶上进行分析，用培养基样品进行分析，没有用间接法，而是直接用融合蛋白C端的V5表位的酶联抗体（Anti-V5-HRP）。”

是否检测了表达量，二抗是否是好的，你做了阳性对照？你要做这么大的蛋白最好转移时间延长到1.5hrs。

6.染色的选择

OO.WesternBlot哪种染色好？

解答：（1）阴离子染料是最常用的，特别是氨基黑，脱色快，背景低检测极限可达到1.5μg，考马虽然与氨基黑有相同的灵敏度，但脱色慢，背景高。丽春红S和快绿在检测后容易从蛋白质中除去，以便进行随后的氨基酸分析。缺点是：溶剂系统的甲醇会引起硝化纤维素膜的皱缩或破坏。不能用语正电贺的膜。灵敏度低。

（2）胶体金，灵敏度高，检测范围可到pg级，但染色比稳定。

（3）生物素化灵敏度位于1、2之间，可用于任何一种膜。

7.参照的疑问

PP.是否WesternBlot实验半定量一定要加ACTIN内参？

解答：对于发表文章的实验最好加内参，实验严谨。

QQ.用BANDSCAN分析结果行吗？

解答：分析一般的结果没问题。

RR.核内抗原WesternBlot内参选择什么合适？

解答：可以选用组蛋白，组蛋白在细胞核中的表达是很稳定的，有很多都可以当成内参，在网上查查就可以选出你要的内参。

SS.转膜时采用电流是否比电压准确，是否根据0.8mA/cm2，一般1小时左右？

解答：不是的，半干法推荐用恒流，一般根据目的蛋白的大小来确定电流和时间。

TT.做半定量人卵巢癌细胞系的WesternBlot，内参B-actin，GAPDH，那个好？

解答：选用beta-actin就可以。

8.缓冲液配方的常见问题

UU.转膜后的脱脂奶粉封闭时，所用的防沫剂A是什么？还有Tris-HCl是不是就是用Tris和盐酸配出来的呢？

解答：转膜后的脱脂奶粉封闭液是5%的TBST脱脂奶粉。Tris－HCl就是Tris盐用HCl调ph值，配置而成。

VV.准备做大鼠脑子的WesternBlot，蛋白质位于细胞核中，请问此蛋白质的提取液及操作方法是？每一步都必须要低温吗？这种蛋白质是磷酸化的蛋白质，操作时如何防止去磷酸化的发生？

解答：可以用提取总蛋白的buffer提核蛋白，可以加NaF防止去磷酸化。

WW.想问一下细胞裂解液选择蛋白酶抑制剂时有什么原则吗？受不受组织来源的影响？胞膜和胞浆有区别吗？

解答：一般来说提取时加入光谱的蛋白酶抑制剂就可以了，操作时保持低温。除非有文献特别指明用特殊的方法，一般来说都没有区别。

XX.最近作了两次WesternBlot，不但没阳性结果，显色背景都没有，电泳和转膜都染过，有条带。底片和显色液及DAB显色液均试过，没问题。1、检测GAD--分子量67kd，提取液有蔗糖，其余同三去污裂解液。蔗糖不会有影响把？样本--20度放置一周内测。2、一抗放置2年，可能效价不高！用的是1:。如果是一抗的原因，不会背景都没有把？3、第一次有不均匀背景，因为一抗过夜时密封袋不均匀。后两次无背景显色。4、封闭液用的是含15%脱脂奶粉TBST，漂洗液用的是含1%BSA的TBST液，TWEEN-20为0.1%，不会是封闭液的问题吧？

解答：可以在下面几个问题上找找原因。1.封闭液用5％Milk，漂洗液（washingbuffer用TBST）2.看看一抗是否能work，降到1：20。3.看看二抗是否有问题。

YY.加甲醇的目的是什么？

解答：加甲醇起着一定的固定作用，因为小分子蛋白质容易转出去.(特别是在硝酸纤维素膜上，因为NC膜结合蛋白质的能力较弱)。

ZZ.“转膜后的脱脂奶粉封闭液是5%的TBST脱脂奶粉”，其中TBST最后那个T是Tween吗，浓度多大？

解答：是Tween，配方如下:Tris-BufferedSalineTween-20(TBST),Dissolve8.8gofNaCl，0.2gofKCl，and3gofTrisbaseinmlofdistilledH2O,AddulofTween-20,AdjustthepHto7.4withHCl,AdddistilledH2Oto1L,Sterilizebyautoclaving.

AAA.封闭，一抗，二抗时的温度有没有什么规定呢，比如现在我就在室温里做，或者要在4度下?

解答：均可在室温进行，如果时间不够，一抗孵育可以先在室温进行一个小时，然后4度过夜。

BBB.实验室暂无NP40我用sds可以吗？另外有过用尿素和硫脲提取膜蛋白吗？配方如下：7M尿素，2M硫脲，Triton-x-0.2ml，新鲜加入：65mMDTT蛋白酶抑制剂：试剂盒HaltTMProteaseinhibitorcocktailkit1%(v/v)是用于抽提双向电泳用蛋白的配方。不止用于抽提细胞全蛋白（主要是想得到其中的膜蛋白）是否可行？改良的RIPA裂解缓冲液(Tris.HCl，50mmol/L，pH7.5;NaCl，mmol/L;NP-40，1%;脱氧胆酸钠，0.5%;SDS，0.1%;EDTA，1mmol/L;PMSF，1mmol/L;Leupeptin，2μg/ml)不知对于膜蛋白效果如何？此外该方中的EDTA，是否用做蛋白酶抑制剂？

解答：做２－Ｄ绝对不推荐使用ＮＰ－４０（因为即使进口的ＮＰ－４０也不纯，，其中的杂质会影响质谱结果）。对于动物细胞，其蛋白酶活性较弱（相对于组织和大肠杆菌等），可以不使用cocktail，因为7M尿素＋２Ｍ硫脲＋４％ＣＨＡＰＳ构成的变性环境已经足以抑制大部分蛋白酶的活性，２Ｍ硫脲＋４％ＣＨＡＰＳ对于抽提膜蛋白有很大的帮助，不过如果您专职做膜蛋白建议采用分级抽提法。此外还可以采用梯度离心法和一些基于去垢剂的方法。ＥＤＴＡ用于灭活金属蛋白酶（主要是其鏊合作用）。加过多的蛋白酶抑制剂可以导致蛋白质的修饰，做ＷＢ无所谓，做ＭＡＩＬＤＩ时会给正确鉴定带来麻烦。裂解缓冲液中少了两性电解质(在2-D裂解缓冲液中，两性电解质起的作用：提供连续的PH梯度，从很大程度上增加蛋白质的溶解性;还可以去除一部分核酸)；也不推荐采用SDS，因SDS会与蛋白质结合导致其等电点发生改变，如果您实在要用，终浓度降到0.1%以下。

9.条件的摸索

DDD.用的是SantaCruz的抗体，也实验过一抗和二抗肯定能结合，二抗加DAB肯定能显色。电泳的胶用考马斯亮蓝染色没问题，但是不知道与Marker对应的条带是否是我要的（我目的蛋白的分子量分别是55KD、29KD）。半干法2小时转膜后，丽春红染色发现大分子量蛋白转过去的较少。难道是裂解液出了问题？我用的是三去污剂，但没加叠氮钠和大概叫Apoptin的那种蛋白酶抑制剂。冰上裂解-80度冻存的细胞，4度g离心5分钟，取上清，与分子克隆（第二版）上的加样buffer混合，沸水变性5分钟，上样。不知道是哪里出了问题？

解答：建议：1、首先确定您提的蛋白质量如何？可用PIERCE公司的BCA试剂盒测蛋白的浓度，一般来讲，其浓度应该在几-20微克/微升。

2、若是蛋白没问题，哪就看是不是电泳的问题，首先要看胶的浓度，您目的蛋白的分子量分别是55KD、29KD，建议分别用10％和12％的胶。60-80V，1小时左右。跑过积层胶与分离胶的线时，换用V，3-4小时。

3、转膜，建议恒压，15V，不用转2小时，45分钟足以。您所说的大蛋白转过去的，并不是真正的少，而是因为在提的蛋白中大蛋白本身就很少。我曾经也转过2小时，但和45分钟的区别并不大。

4、根据MARKER的条带（我的是7条带：14、18、25、35、45、66、KD），您根据MARKER的条带剪下25与35之间（29KD）的条带，45-66之间（50KD）的条带。这样第一，可以节省抗体，第二，您要的目的条带肯定在上面。

5、延长1抗、2抗孵育时间（我曾室温1小时，4度过夜），适当加大1抗浓度。

6、我买的也是SantaCruz的抗体，我觉得质量还可以，我想您应该先找其他方面的原因。

EEE.电泳用的是恒流，一块胶，20mA，分钟左右。转膜也是恒流，38mA，分钟。而且我用别人的细胞和一抗在我的整个反应体系下做出来了，当然彼此的目的蛋白不同。所以，我想问题应该出在抗原和一抗上，不知对不对。

解答：电泳的条件：样品的分子量决定了胶的浓度，一般使样品跑至胶的中部即可。正常条件下，电泳时溴酚蓝和10kd左右蛋白跑在一起。由此可以决定电泳的电压和时间。建议你用恒压80－伏。

FFF.BIO-RAD的半干转运系统有一个很致命的弱点就是无法控温（我用的就是这种），当电流过高，而系统的散热又比较差，滤纸的吸水性比较差的情况下，就很容易烧胶。

就转膜时，是采取恒压还是恒流的问题，我想和大家探讨一下，我感觉我这个系统用恒流很容易烧胶，我的胶有68cm2，用50mA恒流来转膜，刚开始电压就很高，有20v左右，而用恒压，开始电流有mA，但15min后，电流就降到8OmA，30min后就稳定在40mA，不就相当于恒流吗？

解答：恒流时电压逐渐升高的原因是湿滤纸逐渐变干因而电阻逐渐增大的缘故，如果电压升得太快，可以使滤纸更湿一些以克服。就我的感觉，20V的电流30min以后20Kd以下的分子丢失很多，不过我用的是小胶40cm2，不知有无不同。

GGG.我想尽量提高转膜的效率（我的实验要求转到膜上的蛋白越多越好，不管是什么大小蛋白）不知道有那些办法？

解答：不管怎么转都会存在蛋白转移不完全（电压过小时间过短）或过度转移（电压过大时间过长）的问题，鱼（小分子量蛋白）和熊掌（大分子量蛋白）不可得兼呵呵。建议把胶切成两半，比如以35KD为界，分别进行转膜，下半时间短，上半时间长一点，应该会好一些。

HHH.请问一下PVDF膜和硝酸膜结合蛋白的原理是什么？

解答：一般而言，硝酸纤维素膜是通过疏水作用来和蛋白质相联，这样的话，反复洗几次后，蛋白容易掉下来，结果较差。尼龙膜主要通过它膜上的正电荷和蛋白接合（注：常用的PVDF即带正电荷的尼龙膜），同时也有疏水作用，但相对较弱。这样的话，PVDF膜和蛋白接合较牢，不易脱落，结果较好。

III.1、煮好后的样品，若没有及时上样分离，应如何保存，可以保存多久？2、有没有人在用bio-rad的小型垂直电泳槽，有没有操作手册？3、湿式转移时是否必须要用bio-rad的专用滤纸？4、恒压转移的条件如何确定，因为我要分离小至21KD，中至66KD，大致KD的蛋白质，转移条件能够相同吗？5、凝胶的浓度是不是可以用一个浓度？书上写不同的凝胶浓度分离的分子量范围不同，还给出了一个线形范围，是不是不在这个范围内也能分离，只是就不是线性范围了？

解答：1、煮好后的样品，放到-20，我们在一个月后此样品，效果一样。

2、bio-rad的小型垂直电泳槽的操作手册在他们的主页Bio-RadUSA上有。

3、转移时一般的WATERMEN滤纸就可以。

4、转移条件是和蛋白质大小有关的：以次确定电压和时间。具体可让ptglab帮你定夺。

5、凝胶的浓度也是和分离蛋白质大小有关。不是随心所欲选的，否则分离效果可能不是你所期望的。

JJJ.怎样设计实验来确定最佳的条件？

解答：随便说一点，具体的还是需要自己想：

1、在每个上样孔里上同样的蛋白样品，量也一样，最好是组织样，（也可以跑1个大well，不插梳子，多上样，）SDS-page；

2、转移，设定电流或电压；

3、每隔1（orn）小时，取一点膜染色，看转移效果。

TTT.目的蛋白是一种6KD的分泌性蛋白，RT－PCR就显示细胞中mRNA表达不高，估计将培养上清冻干浓缩后采用WesternBlot还可能检测不出，但如果用western，是否一定要用0.2μm的膜？用Tris-tricineSDS－PAGE电泳，电泳时分别管制三层凝胶，分离胶用40％T丙稀酰胺（2.6％C）浓度为16.5％，另外两层都用30％丙稀酰胺，中间一层浓度为10％，积层胶浓度为4％，凝胶厚度1mm，转膜的条件试过30V70分钟，膜上可见到小分子蛋白marker的条带，似乎见到目的条带，上样量为60μg细胞胞浆总蛋白，转膜的条件怎么样合适？

解答：一定要用0.2μm的膜，并且转移的条件要摸索一下，小分子的Western不好做，要根据你的实验器材来定，一般你要是有prestainedmarker就可以参照一下，如果相应的分子量大小的marker转移的好就可以了。

UUU.怎样才能把胶跑的非常漂亮，泳道和band都能很直，是不是上样的量很重要，罐胶有什么技巧吗？想跑漂亮，是不是应该先小电压，再高电压，总体上电压小些会跑的好些?还有前面有人说电泳液平玻璃板会使电泳条带漂亮些?

解答：影响跑胶跑的质量，有以下几个因素：1、电压，小的电压会使胶的分子筛效应得到充分发挥。电压越小，条带越漂亮，浓缩胶80v，分离胶v就能跑得很好。2、胶的均匀度，胶越均匀，条带越窄，分离越均匀。倒胶之前，一定要充分混匀，玻璃板一定要干净，双蒸水隔离时，一定要比较轻地加上去，避免稀释上层的分离胶，使胶不均匀。

VVV.为什么提高大分子量蛋白的转移的时候，小分子量蛋白会丢失一些哪?什么原因?

解答：小分子的蛋白在转移过程中，会透过膜去，所以大分子的上去以后，有一部分小分子的就透过去了。

WWW.上次转染了1.6*细胞，收集，收集到了微升体积，加6*loadingbuffer，95度煮5分钟，-20度，交替3次，离心，上样，7%分离胶，先80v跑进分离胶，在v电泳至溴酚兰出胶，biorad半干转PDVF膜，15v转30分钟，预染marker全部进膜，转移后的胶考马斯亮兰染，可见残留的蛋白带，大分子量多些.blot时，封闭用5%奶粉TTBS1小时，抗体稀释液TTBS，一抗(1:10，单抗上清，年制备)1小时，二抗(1:)1小时，均在室温.结果，50kd的小分子显色，kd大分子未显色。

原因分析及准备改进：转染大容量的质粒(融合蛋白的质粒)的效率会相对较低，大分子量表达也会相对较低，加上大分子量蛋白的转移不完全，可能是我没有拿到大分子量条带结果的原因。另外背景稍微有一些脏(背景整体均匀一致)，估计是二抗的浓度高了些，准备降至1:0，另外抗体稀释液准备改用5%奶粉TTBS，封闭改为室温2小时。这个过程有没有问题？

解答：首先分析你的整个实验步骤。我发现了两个比较大的毛病：

1、一抗用TBST稀释。按照我的理解，一抗最好用5%的TBST脱脂牛奶稀释，和你的封闭液相一致，这样可以降低背景。

2、“biorad半干转PDVF膜，15v转30分钟”，你是这么做的吗？因为我大部分时间是做的恒流转移，用的是0.1mA/膜，kd--kd转2小时。到最后电压会升到20v左右。你用恒压法，我不是很肯定你转30分钟能将大分子（kd）的抗原转上去。我建议你最好能将时间延长，如果是恒流，可按我的做法；如果是恒压，可摸索一下，适当延长时间。有时候你的marker也有可能欺骗你，因为marker的量比较大，是很容易转上去的，实际上目标蛋白的量远远少于marker量。

我对你的结果分析如下：

1、你的结果很好，估计离目标不远了，很快就可以成功。

2、没有kd的带是因为你的转移时间过短，适当延长转移时间（我怀疑这是主要的问题）。

3、你的一抗用1：10，2抗可以降到1：0，背景会低一点。

10.方法的介绍

XXX.我想将hbx转到hepg2细胞里通过检测hbx蛋白的水平来检验转染的效率不知道可不可行？

解答：WesternBlot检测HBX蛋白的表达来检测转染效率不是一个好办法，建议还是：

1、最好是带有荧光标签的HBX转染来看转染效率，最可靠

2、其次，HBX和荧光载体共转染，相对说明问题

3、荧光载体单独转染，主要是看细胞好不好转了呵呵

转染效率高低荧光显微镜下一目了然了。有的细胞荧光强，有的细胞荧光弱，有的没有。所以HBX表达强很可能是少数细胞荧光强的结果，不代表转染效率。

YYY.半干法转移与胶的面积和蛋白分子两大小好像都有关系，那么湿法转移是不是所有的转移条件都一样呢？一般的条件是怎样的？

解答：半干转的电流大小是按照面积来算的，时间是根据蛋白分子大小定的；而湿转的话电流是恒定的，时间也是根据分子量而定。

ZZZ.转膜时何为湿法，何为半干法？

解答：半干法和湿法转移是两种不同的转移装置下的转移系统，将膜，胶，滤纸整个浸泡在buffer的Tank里转移的，叫湿法；用滤纸吸buffer来做转移体系的叫半干法。

AAAA.为什么浓缩胶和分离胶的电压不一致？同样的电压可以吗？

解答：浓缩胶的目的使得loading的样品能够在同一条水平线上进入分离胶，如果电压太大前端的蛋白容易在后面的蛋白赶上来前进入分离胶。而在分离是理论上（实际上也是）小电压长时间分离的效果会更好，但是在操作过程中没有必要等那么长的时间，所以就用大电压快点跑。

BBBB.如果目的蛋白比较小，21和38kd，转膜时（Biorad的湿转仪）时间是否能缩短些？伏电压，甲醇的量是否也可以相应增加？

解答：如果是小蛋白可以用小电压28V－36V，4－6hours，（4度）。甲醇10％－20％就可以了。

DDDD.显色目的条带又细又浅，靶蛋白是27KD的bcl-xl和67KD的c-myc，应该是高表达。每个涌道上50-70μg蛋白，开始用半干转移，后来用湿转14v，16h，用PVDF膜转移。胶转移后染色检测，发现小分子量的基本转移走了，可是为什么条带老是不粗不浓呢?

解答：可能跟你的一抗有关系，还有应该高表达，那实际做的阳性对照是否是高表达；还有跟抗原量相关，你多上点蛋白会好的多；跟显色条件相关。

EEEE.背景很花，当然条带也很淡，如果我在显影液中多洗一会儿，背景就很深，以致无法辨认，但有时条带又很明显，背底很淡。

解答：这跟你washing的时间和强度有关，很可能你在这方面没有掌握好。显影时间是有范围的，久了肯定不行。

FFFF.纯化过的目的带包括其上下都出现了色带，而且对照菌也出现了条带，会是什么原因?

解答：一抗有问题，效价太低，且未纯化；表达量太低；提蛋白时可能出了问题。

GGGG.做WesternBlot的检测的时候，用DAB显色还能看出条带，但是换成ECL的时候什么样结果都没有。我用的NOVA公司的发光底物，胶片是普通的X片，定影液和显影液都是别人留下来的，不知道是什么原因？

解答：一般的说，Ecl比DAB更灵敏，但是DAB是HRP最敏感的底物，所以有几种可能：

ECL底物失活了，你可以检测一下；敏感度正好不到ECl底物的范围。DAB能显色可不能催化ECL底物；显影液没用了。

HHHH.怎样分析结果，需要什么软件?

解答：如果你做定量或办定量，至少要用到一个光密度扫描分析软件，如果不是，直接分析就可以了。

IIII.积层胶、分离胶一般多少左右合适？

解答：一般电泳是积层胶60-80v，分离胶v。

采用生物素标记的二抗－SABC-DAB检测系统做western，非特异性的条带和背景高？总蛋白考染的时候发现接近积层胶的条带比较清楚，条带也很窄，可是越靠下面的条带越来越宽，有的跑得都连在一起了，这是什么原因，如何解决？sds－page的时候恒压和恒流哪个好？

解答：非特异性的条带和背景高：可能性太多了，一抗，二抗，封闭的原因都可能。总蛋白考染的时候发现接近积层胶的条带比较清楚，条带也很窄，可是越靠下面的条带越来越宽，有的跑得都连在一起了，这是什么原因，如何解决？正常的，另外，是否是你的积层胶有问题。sds－page的时候，恒压和恒流都可以用。

KKKK.血清样品进行WesternBlot分析，目的蛋白21kD，结果显色出来后，目的条带很淡，而白蛋白和IgG条带很浓？

解答：可能是因为白蛋白为67kD和目的蛋白相差教大，且他的浓度较低，你可以以底物二氨基联苯胺和0．01％过氧化氢溶液显色的时间延长为30分钟，再用去离子水漂洗以终止反应;也可能是抗体的特异性不好。把封闭的时间延长，同时提高封闭液的浓度，可以减少以下背景噪音。同时洗的时候要彻底，而目的条带弱，说明浓度不足，如果不考虑后续功能的话，你可以过G-50（细）柱子，纯化你的靶蛋白，接着真空冷冻浓缩，可以得到很漂亮的结果。

LLLL.Western转膜已经成功了，但是Marker泳道未见蛋白条带（正常应该有6条），其余各泳道均有清晰的蛋白条带，经考马斯亮蓝染胶，结果相同。经5％的脱脂牛奶封闭1小时45分钟后，进行一抗孵育（1：，建议起始浓度）过夜，二抗孵育5个半小时（1：），均在室温下，DAB显色，虽出现蛋白条带，但较弱，且出现非特异性条带。请问：1、Marker是MBI公司的，可分离14-KD的蛋白，买了大概有一年的时间，是否有问题？2、一抗（为多克隆抗体）、二抗的浓度及孵育的时间是否合适？

3、封闭的时间是否太短？

解答：1.marker有可能被降解了，也有可能是它标称的上样量太少，不够，我做过一个标称每次5ul可我上了20ul才行的。

2.建议，一抗4度过夜也很好，建议1:，室温2hrs就够了，

3.二抗室温1小时，1:，我喜欢4度封闭过夜（室温2hr就够了），1抗室温1hr，2抗室温1hr，最好是一抗4度过夜（或室温2小时）1:，2抗室温1小时1:，换ECL法。

来源：中国病毒学论坛

本期编辑：Tony

赞赏

人赞赏